Esp. Graciela Rodriguez JTP. Curso Parasitología. UNSL.

1. DIAGNÓSTICOPARASITOLÓGICO Esp. Graciela Rodriguez JTP. Curso Parasitología. UNSL.

2. Recolección de muestras de materia fecal. • En fresco. • Con conservantes. • Procesamiento de muestras fecales. • Técnicas de concentración: • Sedimentación: -Carles-Barthelemy. -Teleman modificado. • Flotación: -Método de Willis. -Método de Sheather. -Método de Faust.

3. RECOLECCIÓN DE MUESTRAS DE MATERIA FECAL Recolección de materia fecal para exámen directo o fresco: • Permite observar trofozoítos móviles. • Observar dentro de los 30 minutos de emitida. • Muestra de materia fecal del tamaño de una cucharadita de café en recipiente limpio. Evitar contaminación con orina • En pacientes que usen pañales tomar la muestra de las nalgas, nunca del pañal.

4. Recolección de materia fecal en conservantes: • Se usa cuando: -No se puede procesar dentro de los 30 minutos. -Facilitar el transporte. -Conservar varios meses. • Muestra de materia fecal recién emitida en recipiente con solución conservante. Evitar contaminación con orina. ( 1 porción de materia fecal en 3 volúmenes de solución conservante)

5. Conservantes para muestras fecales

6. FRECUENCIA DE LA RECOLECCIÓN • Muestra única: en pacientes hospitalizados • Muestra seriada: - En el lapso de 7 días, no mayor de 15 días, recoger una pequeña porción de cada deposición espontanea (mínimo 6 muestras). Mezclar con la solución conservadora. ( De esta manera se evitan las fases negativas de las parasitosis). - Evitar ingesta de bismuto, antidiarreicos no absorbibles, aceites minerales, soluciones de contraste para radiografías (interfieren en la detección)

7. PROCESAMIENTO DE MUESTRAS FECALES • Muestras recolectadas en fresco: • Examen macroscópico: consistencia (sólidas, semisólidas, pastosas, líquidas), olor, color, sangre, moco, proglótides, parásitos adultos, etc. • Examen microscópico de trofozoítos móviles entre porta y cubreobjetos.

8. Fase previa en los métodos de concentración: Homogeneización y filtración A FILTRADO

9. TÉCNICAS DE CONCENTRACIÓN • Métodos de sedimentación- centrifugación: • Teleman modificado. • Carles-Barthelemy. • Métodos de flotación- centrifugación: • Método de Willis. • Método de Faust. • Método de Sheather.

10. Método de Telemanmodificado Procedimiento: • Homogenizar con varilla de vidrio las heces fijadas en solución formolada. • Filtrar a través de un embudo con una doble gasa en tubo de centrífuga. • Agregar 2 ml de éter. • Centrifugar a 1000-1500 rpm durante 3-5 minutos. • Eliminar con golpe seco el sobrenadante. • Tomar con pipeta pasteur una pequeña cantidad del sedimento y colocar en portaobjetos. • Agregar una gota de lugol y sellar con un cubreobjeto.

11. Método de Telemanmodificado Líq. A Sol. salina formolada (densidad 1,010) 2 ml Éter sulfúrico Volcar sobrenadante 3 a 5 min 1000-1500 rpm Lugol 100x / 400x

12. Método de Carles-Barthelemy Procedimiento: • Homogenizar con varilla de vidrio las heces fijadas en solución formolada. • Filtrar a través de un embudo con una doble gasa en tubo de centrífuga. • Centrifugar 2 a 3 minutos a 2000 rpm. • Volcar sobrenadante. Disolver sedimento en solución B. Agitar. Agregar 2 a 3 ml de éter sulfúrico. Agitar fuertemente. Reposar • Centrifugar 2 minutos a 1500 rpm. • Romper el anillo (capa éter) con varilla de vidrio. Evitar que se mezcle con el sedimento. • Centrifugar 2 minutos a 1500 rpm. • Observar sedimento.

13. Método de Carles-Barthelemy Líq. B: Sol. de Ácido cítrico, formolada (Densidad: 1.047) Líq. A Sol. salina formolada Volcar sobrenadante 2 a 3 min 2000 rpm 2 a 3 cc Diluir Agitar Éter sulfúrico 1 min 1000 rpm Lugol Tirar  Sob. Densidad 1,050-1,150 100x / 400x

14. Método de Willis Procedimiento: • Colocar en el frasco una muestra de materia fecal del tamaño de un garbanzo. • Agregar solución salina sobresaturada. Mezclar. • Colocar un portaobjetos sobre el borde superior del frasco y completar con la misma solución hasta que la película superficial haga contacto con el portaobjetos. • Dejar la solución 10 minutos a 1 hora ( 20 minutos). • Levantar rápida y verticalmente el portaobjetos, invirtiéndolo y colocar un cubreobjetos. • Observar al microscopio con bajo aumento.

15. Método de Willis Solución NaCl (densidad 1,200) FILTRADO Homogeneizar Lugol 100x / 400x 30 a 45 min

16. Método de Faust Procedimiento: • Homogenizar con varilla de vidrio las heces fijadas en solución formolada. • Filtrar a través de un embudo con una doble gasa en tubo de centrífuga. • Centrifugar 2 minuto a 2000 rpm. • Volcar el sobrenadante • Disolver el sedimento en agua destilada • Centrifugar 2 minuto a 2000 rpm. Repetir hasta que el sobrenadante quede límpido. • Volcar el sobrenadante. Agregar al sedimento 3 a 4 ml de solución sulfato de cinc al 33% • Centrifuar 2 minutos a 2000 rpm. • Tomar con pipeta pasteur o ansa el material que flota. • Observar al microscopio.

17. Método de Faust Solución de ZnSO4 (33%) (d: 1,180) H2O Volcar sobrenadante 2 a 3 min 2000 rpm Filtrado 2 a 3 min 2000 rpm Sacar de la superficie con ansa 100x / 400x Gota de Lugol

18. Método de Sheather Procedimiento: • Homogenizar con varilla de vidrio las heces fijadas en solución formolada. • Filtrar a través de un embudo con una doble gasa en tubo de centrífuga. • Agregar 2 ml de éter. • Centrifugar 3 a 5 minutos a 1000-1500 rpm. • Eliminar con golpe seco el sobrenadante. • Tomar una parte del sedimento y resuspenderlo en 1 ml de solución de azúcar. • Dejar reposar 3 minutos. • Tomar una muestra de la superficie de la solución con pipeta pasteur y colocar en portaobjetos. • Observar al microscopio. Los ooquistesde Cryptosporidiumsppse observan de color rosado y las levaduras de color verdoso.

19. Método de Sheather Solución de sheather(sacarosa-fenol- H2O d) 2 ml Volcar sobrenadante 3 a 5 min 1000-1500 rpm 1 ml Éter sulfúrico Lugol Reposar 3 minutos Tomar con pipeta pasteur de la superficie 100x / 400x

20. NORMAS DE BIOSEGURIDAD(BIOSEGURIDAD NIVEL II) A)- Utilización de guantes protectores y ropa protectora cuando se procesan las muestras. B)- Usar cabinas de bioseguridad si es necesario. C)- Descontaminar la superficie de trabajo al comienzo y final del procesamiento de las muestras. D)- No beber, no fumar, no comer o manipular lentes de contacto en el área de trabajo. E)- Al retirarse los guantes lavarse las manos.

21. ¨UN BUEN DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO COMIENZA CON UNA BUENA MUESTRA Y UNA BUENA MUESTRA COMIENZA CON UNA BUENA EXPLICACIÓN Y UNA BUENA EXPLICACIÓN TERMINA CUANDO NOS HEMOS ASEGURADO QUE EL PACIENTE NOS COMPRENDIÓ¨